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May 27, 2023

二流

Nature Plants volume 9、pages 1103–1115 (2023)この記事を引用

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161 オルトメトリック

メトリクスの詳細

植物ホルモンのアブシジン酸(ABA)は、非生物的ストレス下で蓄積し、水との関係と発達を再構築します。 高解像度の高感度レポーターの不足を克服するために、我々は、シロイヌナズナの内因性ABAパターンを明らかにする、高い親和性、信号対雑音比、直交性を備えたABA用の次世代フェルスター共鳴エネルギー移動(FRET)バイオセンサーであるABACUS2を開発した。 私たちはストレス誘発性のABAダイナミクスを高解像度でマッピングし、局所的および全身的なABA機能の細胞基盤を明らかにしました。 葉の湿度が低下すると、根細胞は師部から輸送されたABAの荷降ろし部位である伸長ゾーンにABAを蓄積しました。 師部のABAと根のABAシグナル伝達はどちらも、低湿度での根の成長を維持するために不可欠でした。 ABAは葉のストレスに対する根の反応を調整し、植物が水を取り込むためにより深い土壌への採餌を維持できるようにします。

植物の意思決定は中央で調整されるのではなく分散して行われますが、生き残り、水不足などのストレスを克服するには、対応もシステム的に調整する必要があります。 アブシジン酸 (ABA) は、局所的なさまざまな水ストレス下で全身的に蓄積し、複雑で多くの場合大規模な形態にわたる反応を調整する植物ホルモンです1。 たとえば、根が低水分ストレスにさらされると、ABA は葉の微細な孔 (気孔) を閉じて、全身の水分損失を制限します 2,3,4。 興味深いことに、葉の水分喪失は根の成長反応と構造に変化を引き起こす可能性があります。遺伝的または空気流の増加による蒸散量の増加により、シロイヌナズナではより大きな根系が生成され、多くの種では相対湿度(RH)が低いと根の成長が促進されます6、7、8。 分子機構は依然として解明されていないが、ABA が脱水シグナルとして作用し、これらの根の成長反応を調整している可能性があることが提案されている 5,9。 ABAの生合成、代謝、および転座の部位は集中的な研究の対象となっているが、ABAの動態を制御する規制上の決定が行われる組織/細胞スケールでABAの蓄積と枯渇を定量化するツールの限界により進歩が妨げられている1,10。 ホルモン、セカンドメッセンジャー、代謝に対する高感度レポーター、特にフェルスター共鳴エネルギー移動(FRET)バイオセンサーの利用可能性は、植物の発生、シグナル伝達、光合成の研究に革命をもたらしています11。 このようなバイオセンサーは、変化する環境条件下での植物ホルモンなどの代謝産物を高い時空間分解能で in vivo で定量化するための強力なツールです 12、13、14、15、16。 追加のシグナル伝達コンポーネントを必要としない直接 ABA FRET バイオセンサー 13,14 は、植物細胞および細胞内コンパートメントにおける ABA 定量化を超えた幅広い応用可能性を持っています。 たとえば、ABA を合成する病原性真菌 17、ABA がサイトカインであるヒト顆粒球 18、または in vitro で精製タンパク質を使用して遺伝子組み換えが困難な生物からの抽出物 19 などです。 しかし、既存の ABA FRET バイオセンサー、ABAleons およびアブシジン酸濃度および取り込みセンサー 1 (ABACUS1s)13、14、20 は、ABA を容易に定量するために必要な信号対雑音比または親和性の点で十分な強みを備えていません。 したがって、我々は次世代のABAバイオセンサーを設計し、葉の湿度ストレスに応答した細胞のABAの動態と動員を分析し、遠くのシュートストレスに応答して局所的な根の成長を維持する際のABAの全身的な役割を確立するためにそれらを配置しました。

ABAleons および ABACUS1 バイオセンサーでは、ABA 感覚ドメインはリンカーによって一対の蛍光タンパク質 13,14 (FP) に接続されています (補足図 1)。 これらの FP 間の配向と距離によって、FRET を介したドナー FP からアクセプター FP21 への励起エネルギーの移動が決まります。 感覚ドメインにおけるリガンド誘導性の構造変化は、FPの相対位置を変化させます。これは、ドナーを励起し、アクセプターとドナーの相対的な発光の変化(以下、発光比変化と呼ぶ)を測定することによって検出できます。

>CYP707A3 and SUC2pro::XVE>>CYP707A3 in response to a 7 h foliar humidity drop 24 h after a shoot spray of 50 µM β-estradiol scored immediately after humidity treatment. Two-way ANOVA (Treatment F = 10.91, P < 0.0001, d.f. = 3; Genotype F = 51.57, P < 0.0001, d.f. = 2; Interaction F = 3.063, P = 0.0057, d.f. = 6; n = 81, 90, 70, 70, 58, 70, 67, 68, 116, 67, 85, 111 biologically independent roots from left to right). A Holm-Sidak post hoc test was used for multiple comparisons. *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. For violin/boxplots, centre line indicates median; box limits indicate upper and lower quartiles; whiskers indicate the upper/lower adjacent values./p>>CYP707A3) or was ubiquitous (UBQ10pro::XVE>>CYP707A3), root growth was inhibited at low foliar humidity (Fig. 4e). Taken together, our results indicate that phloem ABA and root tip ABA signalling regulate root growth during a distal humidity stress in leaves./p>>CYP707A3, UBQ10pro::XVE>>CYP707A3 and UBQ10pro::XVE>>NCED3 in pHm43GW (ref. 56). Gateway cloning was performed following manufacturer instructions./p>>CYP707A3 induction pretreatment experiments, 24 h before humidity treatment, plates were opened, sprayed with 50 µM β-estradiol, 0.25% DMSO, 0.05% Silwett-77 or mock solution (0.25% DMSO and 0.05% Silwett-77). Excess solution was removed with a paper towel, and plates were resealed and replaced in the growth chamber./p>

3 in all cases. Further details in Supplementary Table 1./p>

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